Articolo

Enrico Bucci

RNA: il messaggio della vita. Quinta parte

L’RNA non è una molecola che svolge una determinata funzione, ma una che può codificare qualunque funzione. Questa proprietà è il risultato di una chimica versatile, basata sulla complementarietà di basi azotate, sulla formazione di strutture secondarie e sull’interazione selettiva con enzimi, ribosomi, proteine regolatorie, recettori di membrana, sistemi immunitari e segnali intracellulari. A differenza del DNA, l’RNA può essere letto, distrutto, replicato, piegato, attivato o silenziato senza attraversare il nucleo e senza necessità di replicazione genomica. Questa duttilità lo rende un linguaggio di scrittura funzionale a livello molecolare. Ogni funzione che l’RNA può svolgere è programmabile in una sequenza. Da qui deriva l’insieme oggi detto “tecnologia RNA”: un insieme non omogeneo, ma articolato in più princìpi di azione distinti, ciascuno alla base di classi diverse di applicazioni cliniche, agricole e diagnostiche.

La prima funzione sfruttata, e ancora oggi la più intuitiva, è quella codificante. Alcuni RNA, detti “messaggeri” (messenger RNA, abbreviato in mRNA), portano l’informazione necessaria alla sintesi di una proteina. Perché un mRNA sia funzionale in una cellula eucariotica, deve presentare una struttura precisa: un’estremità iniziale (5’) modificata con un cap, ovvero un nucleotide metilato che ne permette il riconoscimento da parte della macchina di traduzione, e un’estremità finale (3’) costituita da una lunga coda di adenine, detta coda poli-A, che stabilizza la molecola e ne regola la degradazione. Una volta introdotto nel citoplasma, l’mRNA viene letto dai ribosomi e tradotto in una catena di amminoacidi: la proteina bersaglio.

Questo principio è stato impiegato per produrre vaccini efficaci contro il virus SARS-CoV-2. In questi casi, l’mRNA iniettato codifica per la proteina spike del virus, che viene sintetizzata nelle cellule del soggetto vaccinato e riconosciuta come antigene dal sistema immunitario. Le versioni più avanzate di questi vaccini utilizzano basi modificate, come la pseudo-uridina, per evitare una risposta immunitaria diretta contro l’RNA stesso e per aumentarne la traduzione. Le molecole mRNA-1273 (Moderna) e BNT162b2 (Pfizer-BioNTech) hanno dimostrato che è possibile costruire, testare, produrre e somministrare un farmaco codificante su scala planetaria nel giro di pochi mesi.

Ma l’mRNA non è impiegato solo per l’immunizzazione. Esso può anche sostituire proteine difettose o assenti in soggetti affetti da malattie genetiche. In questo caso, l’mRNA contiene la sequenza di una proteina fisiologica – ad esempio un enzima – e viene somministrato in modo che la cellula la produca direttamente, evitando la necessità di terapie enzimatiche sostitutive con proteine purificate. Alcune aziende stanno sviluppando mRNA per ripristinare la proteina CFTR nella fibrosi cistica, o il fattore di crescita vascolare VEGF nelle malattie ischemiche del cuore. Nel deficit di ornitina transcarbamilasi (OTC), una delle cause più comuni di iperammoniemia nei neonati, è in corso uno studio clinico con mRNA che codifica per l’enzima mancante, diretto selettivamente al fegato.

Un’ulteriore variante prevede l’introduzione di mRNA che codificano per anticorpi monoclonali. Invece di produrre industrialmente gli anticorpi e somministrarli come proteine, è la cellula a produrli in situ. Questo approccio è stato sperimentato per virus come chikungunya, HIV, RSV e Zika, ed è oggi in fase di sperimentazione contro forme tumorali. Allo stesso modo, si possono codificare molecole più complesse, come i recettori CAR – molecole artificiali che riconoscono antigeni tumorali – da far esprimere temporaneamente sulle cellule T del paziente. In questo caso, l’mRNA consente una produzione transitoria e controllabile, evitando l’integrazione permanente nel genoma, con evidenti vantaggi di sicurezza.

Esistono anche versioni autoamplificanti dell’mRNA, derivate da virus a RNA positivo, che contengono una replicasi: un enzima capace di replicare l’RNA stesso all’interno della cellula. Questo sistema, detto “self-amplifying RNA”, consente di ottenere una quantità maggiore di proteina bersaglio a partire da una dose molto più bassa di mRNA, e prolunga l’effetto della terapia. È stato usato in candidati vaccinali contro COVID-19 e altre malattie infettive.

Infine, l’mRNA può essere usato per introdurre temporaneamente nucleasi per l’editing del DNA, come CRISPR/Cas9, ZFNs (nucleasi a dita di zinco) o TALENs (nucleasi a ripetizione). In questo caso, il vantaggio è duplice: l’editing viene effettuato, ma il sistema di editing viene poi degradato insieme all’mRNA, riducendo i rischi di effetti fuori bersaglio e di mutagenesi tardiva.

Se l’RNA può essere letto per produrre una proteina, può anche essere usato per impedire che un altro RNA venga letto. Questo secondo principio d’azione si basa sull’appaiamento di basi complementari tra due molecole: se un RNA artificiale si lega a un RNA endogeno, può mascherarlo, destabilizzarlo o bloccarne la funzione. È un modo per zittire l’informazione: l’RNA viene riconosciuto, ma non può più agire. Tre famiglie di molecole terapeutiche si basano su questa strategia: gli RNA interferenti (siRNA), gli oligonucleotidi antisenso (ASO) e i regolatori dei microRNA.

I siRNA, ovvero small interfering RNA, sono piccoli frammenti di RNA a doppio filamento (di solito 21–23 nucleotidi), con due basi protrudenti all’estremità. Una volta entrati nella cellula, vengono riconosciuti da un complesso proteico chiamato RISC (RNA-induced silencing complex). Questo complesso elimina uno dei due filamenti e usa l’altro come guida per cercare un RNA messaggero (mRNA) endogeno con sequenza perfettamente complementare. Se lo trova, lo taglia in un punto preciso, innescando la sua distruzione. In pratica, si ottiene il silenziamento mirato di un gene, senza toccare il DNA.

Questo meccanismo, naturale nelle cellule animali come difesa contro i virus a RNA, è stato sfruttato per costruire farmaci di nuova generazione. Il primo ad essere approvato è stato patisiran, indicato per l’amiloidosi ereditaria da transtiretina, una malattia neurodegenerativa nella quale una proteina instabile si aggrega nei tessuti. Seguono givosiran, usato per la porfiria epatica acuta (una malattia del metabolismo dell’eme, con attacchi neuroviscerali), lumasiran, per l’iperossaluria primaria (una malattia rara in cui si formano calcoli renali a causa di accumulo di ossalato), e inclisiran, usato per abbassare il colesterolo LDL in pazienti con ipercolesterolemia familiare: agisce bloccando la proteina PCSK9, che degrada i recettori per il colesterolo sulle cellule del fegato.

Una seconda categoria è quella degli oligonucleotidi antisenso, chiamati ASO (antisense oligonucleotides). Si tratta di catene di DNA o RNA a singolo filamento, progettate per legarsi a una sequenza specifica dell’RNA messaggero. A seconda della posizione e della chimica, l’ASO può innescare la degradazione dell’RNA (attivando un enzima cellulare chiamato RNasi H), oppure mascherare un sito cruciale, come quello di inizio della traduzione o di giunzione tra esoni durante lo splicing.

Proprio quest’ultima funzione ha portato a terapie innovative per alcune forme di distrofia muscolare. Nella distrofia muscolare di Duchenne, un difetto genetico impedisce la produzione della distrofina, una proteina essenziale per la stabilità delle fibre muscolari. Gli ASO progettati per questi pazienti – come eteplirsen, golodirsen, viltolarsen, casimersen – mascherano specifiche porzioni dell’RNA pre-maturo, inducendo la cellula a saltare un esone mutato. Il risultato è una forma più corta ma ancora parzialmente funzionale della proteina, in grado di rallentare la progressione della malattia.

Un altro farmaco antisenso, nusinersen, ha trasformato la terapia dell’atrofia muscolare spinale, una grave malattia neurodegenerativa infantile. In questo caso, l’ASO promuove l’inclusione di un esone normalmente saltato nel gene SMN2, permettendo la produzione della proteina SMN che altrimenti verrebbe persa. Anche inotersen e volanesorsen, usati per rare malattie metaboliche, funzionano bloccando la traduzione di RNA patogeni. E in casi estremi, la tecnologia antisenso è stata usata per costruire farmaci su misura per singoli pazienti, come milasen, sviluppato per una bambina affetta da una forma particolare della malattia di Batten.

Un terzo meccanismo sfrutta la modulazione dei microRNA, molecole endogene corte e regolatorie, che agiscono reprimendo l’espressione genica. I microRNA non degradano il bersaglio, ma si legano con appaiamento imperfetto a specifiche regioni dell’mRNA (di solito nella parte finale non tradotta, detta 3’-UTR), e ne inibiscono la traduzione. In molte patologie, certi microRNA sono sovraespressi o carenti. È possibile bloccarli con sequenze artificiali chiamate antagomiR, o ripristinarli con analoghi sintetici detti mimetici.

Il primo farmaco basato su questo principio ad arrivare in clinica è stato MRX34, un mimetico del microRNA-34a, che agisce come soppressore tumorale. Altri studi hanno coinvolto l’inibizione del microRNA-122, cruciale per la replicazione del virus dell’epatite C; del microRNA-155, coinvolto in alcune forme di linfoma; e del microRNA-92, implicato nella risposta vascolare post-infarto.

Esistono anche RNA circolari che fungono da “spugne molecolari”, cioè strutture capaci di legare numerose copie di uno stesso microRNA, riducendone l’efficacia. Sono stati osservati in modo naturale, ma anche progettati in laboratorio per neutralizzare l’azione patologica di microRNA specifici.

Infine, la stessa logica è stata estesa in campo agricolo, ma non introducendo il materiale genetico nella pianta: si spruzza direttamente RNA a doppio filamento sulla superficie delle foglie, progettato per legarsi agli RNA messaggeri di insetti, virus o funghi patogeni. In questo modo si blocca la produzione di proteine essenziali per la sopravvivenza dell’organismo infestante, senza bisogno di pesticidi o modificazioni genetiche della pianta ospite. Un esempio è il prodotto commerciale contro il coleottero della patata (Ledprona), che sfrutta esattamente questo meccanismo.

Se finora l’RNA è stato presentato come portatore o antagonista di informazione, vi è almeno un altro principio funzionale in grado di generare applicazioni: l’RNA può agire come catalizzatore. In altre parole, può non solo trasportare istruzioni, ma svolgere direttamente reazioni chimiche, accelerandole e indirizzandole come farebbe un enzima proteico. Questa proprietà – sorprendente per una molecola a base di ribonucleotidi – è oggi documentata e sfruttata in numerosi contesti, ed è alla base sia di strategie terapeutiche innovative sia di ipotesi fondamentali sull’origine della vita.

Gli RNA catalitici naturali sono detti ribozimi: sono molecole di RNA in grado di riconoscere un bersaglio – tipicamente un altro RNA – e di tagliarlo in un punto preciso, senza l’aiuto di proteine. Il primo ribozima fu scoperto negli anni Ottanta da Thomas Cech e Sidney Altman, in due sistemi diversi ma convergenti: il primo nel prerRNA del protozoo Tetrahymena, il secondo nella RNasi P batterica. Questa scoperta ha cambiato per sempre la nostra comprensione della catalisi biologica, dimostrando che la funzione enzimatica può emergere anche da una catena di acidi nucleici, se dotata della giusta struttura tridimensionale.

In ambito applicativo, i ribozimi possono essere ingegnerizzati per riconoscere e distruggere RNA patogeni, ad esempio virali o mutati, con un meccanismo di azione del tutto autonomo. Alcuni laboratori hanno sviluppato ribozimi specifici contro RNA di HIV, dell’epatite C, del virus dell’influenza e di altri patogeni. Altri ancora ne hanno progettati contro trascritti oncogeni o aberranti, come nel caso di certi linfomi o di forme mutate di p53, un gene cruciale per il controllo della proliferazione cellulare.

Un’evoluzione dei ribozimi sono gli aptameri a RNA, molecole selezionate in vitro per la loro capacità di legarsi in modo estremamente specifico a una proteina bersaglio. Gli aptameri non sono catalitici, ma comportano lo stesso principio funzionale: una sequenza di RNA si piega in una struttura tridimensionale che crea una superficie di legame. A differenza degli anticorpi, gli aptameri sono prodotti sinteticamente, non generano risposta immunitaria e possono essere modificati chimicamente con grande precisione. Alcuni aptameri sono stati approvati come farmaci: è il caso del pegaptanib, un aptamero anti-VEGF utilizzato nel trattamento della degenerazione maculare senile, una patologia della retina che comporta la crescita anomala di vasi sanguigni e perdita progressiva della visione centrale.

Esistono poi RNA artificiali selezionati mediante una tecnica detta SELEX (Systematic Evolution of Ligands by EXponential enrichment), che permette di isolare molecole rare da grandi biblioteche casuali. Grazie a questa tecnica, sono stati prodotti aptazimi – molecole che combinano la specificità di legame di un aptamero con la funzione catalitica di un ribozima. Queste strutture sono in grado di attivare o disattivare una reazione in presenza di un ligando specifico, e sono oggi impiegate come sensori molecolari, regolatori di espressione genica o interruttori biochimici.

Più recentemente, la catalisi a RNA è stata estesa alla costruzione di interruttori regolabili di espressione detti riboswitch. Questi sono segmenti di RNA non codificante che si trovano all’interno degli mRNA, in particolare nei batteri, e che possono legare direttamente metaboliti o ioni in modo da cambiare la propria conformazione strutturale. Questo cambiamento agisce come un interruttore, che accende o spegne la traduzione del gene associato. Il riboswitch può quindi funzionare come sensore molecolare endogeno, capace di integrare segnali ambientali con la regolazione genica. Diversi riboswitch naturali controllano la sintesi di vitamine, amminoacidi o coenzimi, e sono stati presi a modello per costruire versioni artificiali utilizzabili come biosensori ambientali o regolatori in circuiti genetici sintetici.

In sintesi, l’RNA può fungere da macchina chimica autonoma: tagliare, legare, attivare, disattivare. È una funzione non derivata dalla sua capacità di codificare proteine, ma dalla sua stessa architettura molecolare. Una catena di ribonucleotidi, se correttamente ripiegata, può diventare una pinza molecolare, un bisturi selettivo o una serratura sensibile alla presenza di una sola molecola specifica. Questi strumenti hanno già dimostrato di funzionare in modelli cellulari, animali e clinici. Alcuni sono entrati in uso; altri rappresentano i mattoni teorici di una biologia sintetica programmabile.

Tra le funzioni più sorprendenti dell’RNA c’è quella di guida per macchine molecolari complesse, che tagliano, modificano o riconfigurano l’informazione genetica. In questa categoria, l’RNA non agisce da solo, ma lavora come componente direzionale: è lui a stabilire dove e come la macchina dovrà agire, grazie alla sua capacità di riconoscere sequenze specifiche attraverso l’appaiamento di basi. È una funzione che presuppone una forma particolare di complementarità: non solo quella tra molecole inerti, ma tra una guida dinamica e una macchina catalitica.

Il caso più noto è quello del sistema CRISPR-Cas9, oggi noto al pubblico come strumento di editing genetico. In natura, questo sistema è una forma di immunità adattativa dei batteri contro virus a DNA. Quando un batterio sopravvive a un’infezione, conserva piccoli frammenti del genoma virale all’interno di una regione del proprio DNA detta CRISPR. Questi frammenti vengono poi trascritti in RNA guida, che si legano alla proteina Cas9. Quando un nuovo virus invade la cellula, la proteina Cas9 – armata dell’RNA guida – pattuglia il DNA virale alla ricerca della sequenza corrispondente, e la taglia con precisione in un punto specifico.

In biotecnologia, questo sistema è stato riprogrammato per mirare a qualsiasi punto del genoma, semplicemente cambiando la sequenza dell’RNA guida. Cas9 è la forbice, l’RNA è l’indirizzo. Questa combinazione è già stata usata per correggere mutazioni in modelli di anemia falciforme, distrofie muscolari, amaurosi congenita della retina, ma anche per inserire nuovi geni, disattivare sequenze patogene, o modificare interi circuiti di regolazione cellulare. In alcuni protocolli, l’RNA guida viene prodotto direttamente nella cellula da plasmidi o vettori virali; in altri viene sintetizzato in vitro e consegnato insieme alla proteina Cas9 sotto forma di complesso RNP (ribonucleoproteico), con vantaggi in termini di temporaneità e sicurezza.

Ma Cas9 non è l’unica macchina molecolare guidabile da RNA. Un’altra proteina, Cas13, riconosce e taglia direttamente RNA bersagli, senza toccare il DNA. Questo la rende ideale per il trattamento di malattie virali (come l’influenza, la rabbia, il SARS-CoV-2) o per patologie in cui il problema non è genetico ma trascrizionale. L’approccio prende il nome di SHERLOCK (Specific High-sensitivity Enzymatic Reporter unLOCKing) ed è stato anche adattato per l’uso diagnostico: si costruisce un RNA guida per un frammento di virus o batterio, si aggiunge Cas13 e una sonda fluorescente, e si ottiene un test rapido, sensibile e programmabile, già impiegato in alcuni dispositivi point-of-care.

Un’estensione di questo concetto è l’editing dell’RNA, che non comporta modifiche al DNA, ma correzioni transitorie del messaggio trascritto. In natura, alcune proteine della famiglia ADAR (adenosina deaminasi acting on RNA) sono in grado di convertire specificamente una base adenina in inosina, che durante la traduzione viene letta come guanina. In condizioni normali, questo editing avviene su doppie eliche di RNA e serve a regolare l’espressione o la funzionalità delle proteine. Ma guidando ADAR con un RNA artificiale che si appaia in modo strategico all’RNA bersaglio, è possibile correggere una singola lettera del messaggio genetico, senza tagli, senza DNA, senza rischi mutageni.

Numerosi gruppi stanno sviluppando questa tecnologia – nota come RNA editing guidato da RNA – per trattare malattie da mutazione puntiforme, come la sindrome di Rett, certe forme di epilessia, disturbi mitocondriali, e anche patologie del fegato e della retina. Una volta corretto l’mRNA, la cellula produce la proteina giusta, almeno fino a che la molecola editata permane. Si tratta di una terapia transitoria ma potenzialmente ripetibile, con grande flessibilità e minore rischio di effetti fuori bersaglio rispetto all’editing genomico.

Infine, esistono sistemi ancora più ambiziosi, nei quali l’RNA guida non dirige una proteina singola, ma recluta complessi multiproteici per controllare la cromatina, la trascrizione o l’epigenetica. È il caso di Cas9 inattivata (dCas9), una versione della proteina che non taglia il DNA ma può essere fusa ad attivatori o repressori trascrizionali. Usando l’RNA guida come localizzatore, si può indurre un silenziamento genico o una stimolazione dell’espressione, agendo senza alcuna modifica della sequenza. Questo approccio è chiamato CRISPRa (activation) o CRISPRi (interference) e viene già sperimentato per riprogrammare cellule, correggere squilibri regolatori o ridurre l’espressione di geni tossici in malattie neurodegenerative.

La chiave comune a tutti questi approcci è il ruolo direttivo dell’RNA, che funziona come un navigatore molecolare. L’effetto dipende dalla macchina a cui l’RNA è associato: può essere una nucleasi, una deaminasi, un repressore, un attivatore, una fluorescenza, un reporter. Ma in ogni caso è l’RNA a portare la macchina nel posto giusto. Questo principio è modulare, scalabile e completamente riscrivibile, e apre la strada a un futuro in cui le funzioni cellulari potranno essere reindirizzate, corrette o potenziate mediante sequenze di RNA progettate al computer.

Al di là della funzione codificante o catalitica, l’RNA può agire anche come struttura di regolazione e di integrazione funzionale all’interno della cellula. In questa modalità, la molecola non serve né a produrre una proteina né a svolgere direttamente una reazione chimica, ma a organizzare, controllare o regolare altre molecole. È un ruolo simile a quello di un architetto molecolare, che connette tra loro segnali, strutture e fasi di un processo biologico, costruendo una rete funzionale transiente, ma precisa.

Un esempio naturale potente è rappresentato dai microRNA (miRNA), piccoli frammenti di RNA lunghi circa 21-23 nucleotidi, che non codificano per alcuna proteina ma si legano in modo parziale a trascritti più lunghi (mRNA), impedendone la traduzione o inducendone la degradazione. Ogni microRNA può regolare decine o centinaia di geni, e ogni gene può essere controllato da più microRNA. Questo crea una rete finemente modulata di espressione genica post-trascrizionale, coinvolta nello sviluppo embrionale, nella differenziazione cellulare, nella risposta allo stress e nella progressione tumorale.

La scoperta dei microRNA – inizialmente in Caenorhabditis elegans, poi nell’uomo – ha rivoluzionato la comprensione della regolazione genica. Patologie come il cancro, le malattie cardiovascolari, il diabete di tipo 2 e molte malattie neurodegenerative mostrano firme specifiche di alterazione dei microRNA. Alcuni sono iperespressi (oncomiR), altri sono persi o silenziati, contribuendo alla disregolazione dei programmi cellulari. Questa osservazione ha portato allo sviluppo di due classi di terapie: gli antagomiR, molecole complementari che bloccano l’azione di microRNA eccessivi, e i mimetici di microRNA, che ripristinano quelli perduti. In alcuni casi, come nel carcinoma epatocellulare, queste strategie sono arrivate alla sperimentazione clinica, mostrando una nuova via per colpire selettivamente la regolazione aberrante.

Accanto ai microRNA, esistono numerosi RNA lunghi non codificanti (lncRNA), sequenze superiori ai 200 nucleotidi che partecipano alla regolazione trascrizionale e alla struttura della cromatina. Alcuni di questi lncRNA agiscono come scaffold, cioè come impalcature per complessi multiproteici, facilitando l’interazione tra enzimi e regioni specifiche del genoma. Altri funzionano come spugne molecolari, assorbendo microRNA e modulandone l’attività. Un esempio celebre è XIST, un lncRNA fondamentale per la disattivazione di uno dei due cromosomi X nelle femmine dei mammiferi: una funzione fondamentale di controllo della nostra identità genetica orchestrata interamente da RNA.

Queste funzioni sono oggi imitate e potenziate mediante circuiti genetici a RNA, progettati in laboratorio per implementare operazioni logiche direttamente all’interno delle cellule. I circuiti RNA utilizzano elementi modulari come sensori (aptameri), logiche booleane (AND, OR, NOT), ribointerruttori (riboswitch), e attuatori (mRNA modificati). Ad esempio, un circuito RNA può essere costruito in modo da attivare la produzione di una proteina terapeutica solo in presenza simultanea di due microRNA tumorali specifici. In assenza di entrambi, il sistema resta silente; in presenza di uno solo, non si attiva; solo la combinazione desiderata produce l’output. Questa logica condizionale consente di selezionare con grande precisione le cellule bersaglio (come le tumorali), riducendo gli effetti collaterali su tessuti sani.

Infine, alcune strategie recenti mirano a sfruttare RNA artificiali per veicolare informazioni tra cellule: si tratta di costrutti progettati per essere esportati attivamente sotto forma di esosomi da una data cellula nelle condizioni opportune, contenenti segnali di attivazione, interferenza o programmazione funzionale per cellule bersaglio specifiche. Queste applicazioni, ancora in fase sperimentale, aprono la via a una comunicazione molecolare programmabile fra cellule vive, con applicazioni nella rigenerazione tissutale, nell’immunoterapia e nei bioimpianti intelligenti.

Questi sistemi sono il cuore della biologia sintetica basata su RNA, un campo in espansione che mira a costruire dispositivi molecolari programmabili capaci di rilevare segnali, processarli secondo regole logiche, e generare risposte terapeutiche. Alcuni prototipi sono già in fase di test in modelli animali per rilevare metastasi, rispondere a infezioni virali, o regolare la produzione di citochine in modo autoregolato. In agricoltura, circuiti simili sono sperimentati per attivare risposte immunitarie delle piante solo in presenza di specifici patogeni o segnali ambientali, con risparmio di energia metabolica.

Ciò che distingue questa modalità d’azione dalle precedenti non è tanto l’effetto finale, quanto il ruolo dell’RNA come nodo centrale di una rete di controllo: non un messaggio da tradurre, non una macchina da usare, ma un modulatore programmabile. Questa funzione è forse la più vicina a un’idea moderna di “intelligenza molecolare”: non tanto perché l’RNA pensi, ma perché la sua struttura e la sua sequenza possono essere progettate per valutare condizioni e decidere se e come agire.

In questa modalità, l’RNA non agisce né come catalizzatore né come guida, ma come bersaglio da rilevare. È un ruolo passivo in apparenza, ma decisivo in molti ambiti applicativi: dalla medicina di precisione alla diagnostica molecolare, dall’oncologia alle neuroscienze, l’RNA può essere rilevato tramite un apposito sensore diagnostico.

Un primo contesto fondamentale è la presenza di RNA extracellulare. Da tempo si sa che cellule tumorali, infiammate o sottoposte a stress rilasciano nel sangue piccoli frammenti di RNA, protetti dalla degradazione grazie a vescicole extracellulari (come gli esosomi), oppure legati a lipoproteine o a proteine specifiche come Argonaute 2. Questi RNA circolanti – microRNA, mRNA, lncRNA – possono essere rilevati con tecniche molto sensibili, come la PCR digitale o il sequenziamento ad alta profondità, e rappresentano biomarcatori non invasivi per la diagnosi precoce e il monitoraggio di malattie.

Nel carcinoma polmonare non a piccole cellule, ad esempio, alcuni microRNA plasmatici sono alterati precocemente, e il loro profilo consente una distinzione fra tessuti normali, lesioni precancerose e tumore invasivo. Analogamente, nel glioblastoma, tumore cerebrale particolarmente aggressivo, l’analisi dell’RNA contenuto negli esosomi circolanti permette di rilevare mutazioni tipiche del tumore prima ancora che la risonanza magnetica ne mostri l’evoluzione. In campo cardiovascolare, alcuni RNA derivati dai miociti o dall’endotelio fungono da sentinelle di infiammazione, necrosi o rimodellamento tissutale. Il concetto è semplice: il corpo rilascia RNA come segnale, e se impariamo a leggerlo, possiamo diagnosticare prima, meglio, e senza bisogno di prelievi invasivi. 

Una variante interessante è l’uso di RNA come sensore: alcune sonde molecolari si basano su RNA che si appaia a bersagli specifici, per esempio RNA virali, e rilasciano un segnale solo in presenza del patogeno. Test basati su Cas13, accoppiati a RNA guida specifici, possono essere usati per identificare sequenze uniche di SARS-CoV-2, Ebola o Zika, con sensibilità paragonabile alla PCR ma in formati portatili e rapidi. Il sistema SHERLOCK (Specific High-sensitivity Enzymatic Reporter unLOCKing) è un esempio già validato: l’RNA guida recluta Cas13 solo se il bersaglio è presente, e l’enzima taglia una sonda fluorescente generando il segnale. 

L’analisi dei diversi meccanismi attraverso cui l’RNA agisce – interferenza, codifica, catalisi, guida, regolazione, trasporto, riconoscimento – mostra che non stiamo parlando di una collezione di applicazioni indipendenti, ma di una famiglia coerente di funzioni emergenti da una singola proprietà strutturale: la capacità dell’RNA di assumere conformazioni precise in dipendenza della sequenza di basi, riconoscere altre molecole con specificità e modulare la propria stabilità in funzione del contesto. Non è quindi un caso che ogni campo applicativo, dalla terapia genica alla diagnostica molecolare, dalla biologia sintetica alla vaccinologia, abbia trovato proprio nell’RNA lo strumento più adattabile. Il principio comune è sempre lo stesso: programmare molecolarmente una sequenza per farle svolgere un compito, non mediato da proteine, ma insito nella struttura stessa dell’RNA.

In termini ingegneristici, l’RNA si comporta come una piattaforma universale: può essere progettato per veicolare informazione, per spegnere o accendere geni, per catalizzare reazioni, per guidare enzimi, per costruire circuiti condizionali, per diagnosticare in tempo reale. La chimica dell’RNA, con le sue basi modificabili, i suoi domini ripiegabili e le sue proprietà di ibridazione, offre un repertorio operativo estremamente più ampio di quello accessibile tramite DNA o proteine isolate. Questo spiega perché le tecnologie a RNA non costituiscano più una nicchia: ogni nuova esigenza biotecnologica può trovare in una variante di RNA una possibile soluzione.

La versatilità non è casuale, ma evolutivamente e biologicamente fondata. Se l’ipotesi del mondo a RNA è corretta, allora la selezione naturale ha avuto a disposizione miliardi di anni per esplorare e ottimizzare proprio queste capacità. Gli RNA che oggi impieghiamo come guide di Cas9, come vettori per antigeni, come sensori in circuiti cellulari o come farmaci antisenso non sono invenzioni recenti: sono variazioni funzionali su motivi evolutivi antichi. La tecnologia non ha fatto altro che isolarli, comprenderli e ricombinarli.

Per questo, l’RNA rappresenta il cuore di una rivoluzione biomedica e biotecnologica appena cominciata: una molecola in grado di collegare il genotipo all’ambiente, l’informazione alla funzione, la struttura al comportamento. Questa continuità logica e funzionale tra i diversi ruoli rende oggi l’RNA il nucleo della convergenza fra biologia, ingegneria e medicina. 

Ed eccoci alla fine del viaggio: al centro e all’inizio della vita troviamo l’RNA, e, grazie al nostro cervello e alla scienza, questo si è tradotto in una preminenza anche nella biomedicina e nelle biotecnologie, occupando il centro anche di quelle applicazioni molecolari avanzate che promettono maggiori avanzamenti nell’immediato futuro.