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Enrico Bucci

L’alga che ci ha regalato l’interruttore del cervello vale un Nobel

Il Nobel per la fisiologia o la medicina assegnato quest’anno a Karl Deisseroth, Peter Hegemann e Georg Nagel riguarda una tecnica che permette di accendere con la luce gruppi scelti di neuroni, inducendoli a generare impulsi elettrici nel momento deciso dallo sperimentatore. Il nome, optogenetica, riunisce i due elementi essenziali del metodo: la luce fornisce il comando, mentre la genetica stabilisce quali cellule debbano obbedire. La molecola che ha consentito di realizzare tutto questo proviene da un’alga unicellulare, Chlamydomonas reinhardtii, e la ragione per cui un organismo tanto distante da noi possedeva già lo strumento necessario a controllare elettricamente un neurone risiede in una proprietà molto antica delle cellule: la possibilità di produrre segnali elettrici attraverso la propria membrana.

Chlamydomonas vive nell’acqua, possiede un grande cloroplasto in cui avviene la fotosintesi e nuota grazie a due flagelli, sottili appendici che battono con un movimento coordinato. La luce, per un organismo del genere, costituisce una fonte di energia dalla quale dipende la fotosintesi, e la sua intensità può diventare eccessiva fino a danneggiare gli apparati fotosintetici. Saperne riconoscere la provenienza permette quindi all’alga di orientare il nuoto verso condizioni favorevoli.

La cosa sorprendente è la velocità con cui lo fa. Una variazione dell’illuminazione modifica il movimento dei flagelli in una frazione di secondo. Affinché ciò accada, l’informazione raccolta sulla superficie della cellula deve raggiungere quasi immediatamente l’apparato che ne governa il movimento. Era proprio questa rapidità ad avere attirato l’attenzione dei fisiologi che studiavano Chlamydomonas: quale processo poteva collegare così rapidamente la percezione della luce al battito dei flagelli?

La risposta richiede di osservare una piccola macchia rossastra visibile all’interno della cellula. È lo stigma, o macchia oculare, un apparato formato da strati ordinati di granuli ricchi di carotenoidi, pigmenti della stessa grande famiglia alla quale appartiene il beta-carotene delle carote. Accanto a questi strati, nella membrana cellulare, sono concentrate le proteine sensibili alla luce. Lo stigma non forma un’immagine e non è un occhio in miniatura. Serve a stabilire da quale direzione provenga la radiazione luminosa.

Questo è possibile grazie al modo in cui Chlamydomonas nuota. Mentre procede, la cellula ruota attorno al proprio asse, così che la macchia oculare viene esposta alla sorgente luminosa e poi schermata durante ogni giro. I granuli di carotenoidi modificano ulteriormente la quantità di luce che raggiunge i fotorecettori a seconda della direzione di provenienza. La cellula riceve perciò un segnale che aumenta e diminuisce periodicamente mentre avanza. Dalla successione di queste variazioni può correggere il rapporto fra il battito dei due flagelli e cambiare traiettoria.

Occorre però trasformare l’arrivo dei fotoni in qualcosa che possa agire rapidamente sui flagelli. Qui entra in gioco l’elettricità delle membrane.

L’interno di una cellula e il liquido che la circonda contengono ioni, cioè atomi o molecole dotati di carica elettrica, distribuiti in concentrazioni differenti sui due lati della membrana. La membrana lipidica ostacola il loro passaggio, mentre proteine specializzate possono trasportarli o consentire loro di attraversarla. Ne deriva una separazione di cariche che produce una differenza di potenziale elettrico fra interno ed esterno. È il potenziale di membrana.

Questa proprietà appartiene alla biologia cellulare da molto prima che esistessero neuroni. Batteri, protisti e cellule animali mantengono gradienti ionici attraverso le proprie membrane e possiedono proteine capaci di modificarli. Quando alcuni di questi canali ionici rispondono proprio al voltaggio della membrana, una variazione iniziale può provocare l’apertura di altri canali e quindi amplificarsi. Nasce così l’eccitabilità elettrica, della quale il potenziale d’azione dei nostri neuroni costituisce una forma altamente specializzata.

In Chlamydomonas la luce produce per prima cosa un segnale elettrico graduato: maggiore è lo stimolo entro un certo intervallo, maggiore è la corrente generata sulla membrana presso la macchia oculare. La conseguente variazione del potenziale modifica attraverso il calcio il funzionamento dei flagelli e permette le correzioni necessarie alla fototassi, il movimento orientato rispetto alla luce. Quando lo stimolo diventa molto intenso, la depolarizzazione raggiunge una soglia e nei flagelli si attivano ulteriori canali sensibili al voltaggio. Compare allora una grande corrente di calcio con comportamento tutto-o-nulla, simile a un potenziale d’azione, che cambia bruscamente la forma del battito flagellare e può far arretrare per qualche istante la cellula.

All’inizio degli anni Novanta Peter Hegemann e Hartmann Harz riuscirono a misurare queste correnti. La corrente che nasceva presso la macchia oculare compariva con una rapidità eccezionale, tanto che fra l’assorbimento della luce e il movimento degli ioni sembravano esserci pochissimi passaggi intermedi. Gli esperimenti indicavano inoltre che il fotorecettore apparteneva alla famiglia delle rodopsine.

Il nome è familiare perché una rodopsina permette anche alla nostra retina di percepire la luce, sebbene le rodopsine degli animali e quelle microbiche appartengano a famiglie evolutive differenti. Le rodopsine microbiche hanno una struttura particolarmente antica e semplice: una proteina attraversa sette volte la membrana formando altrettante eliche, e al suo interno trattiene una piccola molecola chiamata retinale, che deriva dalla vitamina A e funziona come cromoforo, la parte di una molecola capace di assorbire determinate lunghezze d’onda della luce.

Il collegamento fra retinale e proteina avviene attraverso un particolare legame chimico, chiamato base di Schiff, formato con l’amminoacido lisina. Quando il retinale assorbe un fotone, uno dei suoi doppi legami cambia configurazione: la disposizione geometrica degli atomi intorno a quel legame si modifica in un tempo dell’ordine dei femtosecondi, milionesimi di miliardesimo di secondo. Uno spostamento iniziale di pochi atomi altera così le interazioni fra il retinale e gli amminoacidi circostanti e costringe la proteina a cambiare conformazione.

L’evoluzione aveva sfruttato questo dispositivo molto prima della comparsa delle alghe verdi. Le rodopsine microbiche sono diffuse tra archei, batteri e numerosi eucarioti unicellulari. La stessa architettura di base ha prodotto proteine con funzioni differenti. La batteriorodopsina degli archei alofili, scoperta all’inizio degli anni Settanta, assorbe luce e usa l’energia ricevuta per trasferire protoni attraverso la membrana; il gradiente che ne deriva può contribuire al metabolismo energetico della cellula. Altre rodopsine microbiche sono diventate sensori capaci di controllare il comportamento in risposta all’illuminazione.

La genealogia profonda di questa famiglia è complicata anche dai trasferimenti di geni avvenuti fra organismi molto distanti, e non consente di indicare una particolare pompa batterica o archeale come antenato diretto delle proteine di Chlamydomonas. È invece chiara la continuità del dispositivo molecolare su cui ha agito l’evoluzione: sette eliche immerse nella membrana, un retinale legato alla proteina e una modificazione strutturale provocata dall’assorbimento di luce.

Nel ramo evolutivo al quale appartengono le alghe verdi, alcune di queste rodopsine acquisirono una proprietà decisiva. La trasformazione indotta dalla luce arrivò ad aprire nella proteina un percorso continuo attraverso la membrana. La rodopsina era diventata un canale ionico.

È da questa proprietà che deriva il nome canalrodopsina, traduzione dell’inglese channelrhodopsin. Chlamydomonas reinhardtii ne possiede due particolarmente studiate, ChR1 e ChR2. Entrambe sono canali per ioni positivi attivati direttamente dalla luce e costituiscono i principali fotorecettori della fototassi dell’alga.

L’espressione “canale attivato dalla luce” contiene quasi tutto il meccanismo. Nello stato di riposo la proteina non offre agli ioni una via percorribile attraverso la membrana. Il fotone viene assorbito dal retinale, che cambia configurazione e modifica l’assetto delle eliche proteiche circostanti. Nel giro di una sequenza di trasformazioni estremamente rapide, alcune regioni della proteina si spostano e molecole d’acqua entrano negli spazi interni. Si forma un poro idratato, cioè un passaggio nel quale gli ioni possono muoversi restando circondati dall’acqua.

La canalrodopsina non deve spingere ciascuno ione usando l’energia di un nuovo fotone. Una volta aperto il poro, numerosi ioni possono attraversarlo secondo il proprio gradiente elettrochimico, determinato insieme dalla differenza di concentrazione e dalla differenza di voltaggio sui due lati della membrana. Nelle canalrodopsine di Chlamydomonas passano soprattutto cationi, gli ioni con carica positiva. Il loro ingresso rende l’interno della cellula meno negativo e depolarizza la membrana.

Questa caratteristica distingue il canale dalle antiche rodopsine che funzionano come pompe. Una pompa compie lavoro contro un gradiente e trasferisce un numero limitato di ioni attraverso una successione di cambiamenti conformazionali. Un canale aperto crea invece una via di passaggio, attraverso la quale possono fluire molti ioni in conseguenza delle forze elettrochimiche già presenti. Per una cellula che deve reagire rapidamente alla luce, il guadagno è enorme: l’assorbimento di un fotone modifica la proteina e permette immediatamente il movimento di molte cariche.

In Chlamydomonas questo dispositivo è stato integrato con una macchina biologica ancora più antica, quella che usa il calcio per modificare il movimento di ciglia e flagelli. La rotazione dell’alga trasforma la direzione della luce in una variazione periodica dello stimolo; le canalrodopsine convertono questa variazione in corrente elettrica; il cambiamento del potenziale di membrana regola l’ingresso di calcio associato all’apparato flagellare. La diversa risposta dei due flagelli curva progressivamente la traiettoria di nuoto.

È un sistema nel quale la geometria della cellula, la fisica della luce e l’elettricità della membrana sono state collegate dalla selezione naturale. Nessuno dei suoi componenti ha bisogno di sapere da dove provenga la luce. L’informazione direzionale nasce dal fatto che una cellula asimmetrica ruota, che i suoi pigmenti schermano il fotorecettore in maniera diversa durante la rotazione e che l’apertura di una proteina modifica il movimento degli ioni.

Per molto tempo queste ricerche riguardarono soprattutto la fisiologia delle alghe. La possibilità che ne sarebbe derivata apparve quando Georg Nagel, Peter Hegemann e i loro collaboratori identificarono le proteine responsabili delle correnti osservate in Chlamydomonas e provarono a produrle in cellule che normalmente non le possedevano.

Nel 2002 mostrarono che Channelrhodopsin-1 funzionava come un canale attivato direttamente dalla luce. Nel 2003 arrivò il risultato decisivo con Channelrhodopsin-2: il gene dell’alga poteva essere introdotto in una cellula animale e la proteina prodotta si inseriva correttamente nella sua membrana. Illuminando quella cellula con luce blu, ChR2 si apriva e produceva una corrente elettrica.

A quel punto esisteva una possibilità che la fisiologia di Chlamydomonas rendeva quasi inevitabile esplorare. I neuroni basano il proprio funzionamento su variazioni del potenziale di membrana. A riposo mantengono l’interno elettricamente negativo rispetto all’esterno; quando una depolarizzazione sufficientemente grande porta la membrana oltre una determinata soglia, si aprono canali per il sodio controllati dal voltaggio e nasce il potenziale d’azione, l’impulso elettrico che si propaga lungo la cellula nervosa.

Inserire ChR2 nella membrana di un neurone significava quindi aggiungervi un interruttore sensibile alla luce. Un lampo blu avrebbe aperto la canalrodopsina, gli ioni positivi sarebbero entrati, la membrana si sarebbe depolarizzata e, raggiunta la soglia, il neurone avrebbe prodotto con i propri canali il normale potenziale d’azione.

Nel 2005 Karl Deisseroth e i suoi collaboratori dimostrarono che funzionava. Neuroni nei quali era stato introdotto il gene di ChR2 potevano essere indotti a generare impulsi elettrici mediante brevi lampi di luce, con una precisione temporale compatibile con la velocità alla quale lavora il sistema nervoso.

La genetica aggiunse poi una proprietà essenziale. Il gene della canalrodopsina può essere fatto esprimere soltanto nelle cellule che possiedono determinate caratteristiche, utilizzando sequenze regolatrici o sistemi genetici capaci di selezionare specifiche popolazioni neuronali. Illuminare una regione cerebrale non significa quindi necessariamente stimolare tutte le cellule presenti: rispondono alla luce quelle nelle quali è stata prodotta la proteina fotosensibile.

Alla fine dello stesso 2005 Georg Nagel e i suoi collaboratori portarono ChR2 dentro un animale vivo. Scelsero Caenorhabditis elegans, un minuscolo verme trasparente il cui sistema nervoso è formato da poco più di trecento neuroni e la cui anatomia cellulare è conosciuta con grande precisione. Quando ChR2 veniva prodotta nelle cellule muscolari, un lampo di luce ne provocava la contrazione; quando veniva espressa nei neuroni meccanosensoriali, le cellule che normalmente avvertono una pressione esercitata sul corpo dell’animale, l’illuminazione produceva la risposta di retrazione che di solito segue uno stimolo meccanico. Il recettore naturale che percepiva il contatto poteva perfino essere eliminato: la luce, attraverso ChR2, attivava direttamente il neurone e il circuito nervoso produceva comunque il comportamento. La canalrodopsina consentiva ormai di saltare il sensore naturale e di comandare dall’esterno una componente scelta del sistema nervoso.

Nel giro di due anni il controllo acquistò anche il segno opposto. Nel 2007 venne adattata alla neurobiologia un’altra rodopsina microbica, l’alorodopsina NpHR di Natronomonas pharaonis, un archeo che vive in ambienti estremamente salini. Questa proteina funziona come una pompa: quando assorbe luce trasferisce ioni cloruro all’interno della cellula. L’accumulo di cariche negative rende più difficile raggiungere la soglia necessaria a produrre un potenziale d’azione e permette quindi di silenziare un neurone. ChR2 veniva attivata soprattutto dalla luce blu, NpHR da lunghezze d’onda più spostate verso il giallo. Nella stessa cellula diventava possibile usare un colore per favorire la scarica e un altro per impedirla, arrivando perfino a sopprimere singoli potenziali d’azione in una successione di impulsi.

Quello stesso anno si capì che la canalrodopsina poteva servire anche per ricostruire i collegamenti fra neuroni. ChR2, una volta prodotta nel corpo cellulare, viene trasportata lungo l’assone, il prolungamento attraverso il quale il neurone invia segnali ad altre cellule e raggiunge le sue terminazioni. Leopoldo Petreanu, Karel Svoboda e i loro collaboratori sfruttarono questa proprietà per illuminare gli assoni provenienti da una popolazione definita di neuroni e registrare quali altre cellule ricevessero una risposta sinaptica. La luce permetteva così di stabilire quali connessioni fossero realmente funzionanti e quanto fossero forti, introducendo un modo nuovo di ricostruire l’organizzazione dei circuiti cerebrali sulla base della loro attività.

Sempre nel 2007 l’esperimento si spostò nel cervello di mammiferi capaci di muoversi liberamente. Antoine Adamantidis, Feng Zhang, Karl Deisseroth, Luis de Lecea e i loro collaboratori introdussero ChR2 nei neuroni dell’ipotalamo che producono ipocretina, chiamata anche orexina, un piccolo peptide coinvolto nella regolazione dello stato di veglia. Una fibra ottica impiantata nel cervello consentiva di illuminare quelle cellule mentre il topo dormiva. La loro attivazione aumentava la probabilità che l’animale si svegliasse, e l’effetto dipendeva dalla frequenza con cui venivano inviati gli impulsi luminosi. L’attività di quei neuroni era già stata associata alla veglia e la perdita dell’ipocretina era nota per essere coinvolta nella narcolessia; l’esperimento mostrava direttamente che aumentarne l’attività poteva provocare la transizione dal sonno alla veglia.

Questa differenza fra osservare un’attività e provocarla modificò profondamente lo studio dei circuiti nervosi. Un neurone può diventare attivo durante un comportamento perché contribuisce a produrlo, perché riceve informazioni sul comportamento già iniziato oppure perché partecipa a qualche processo che avviene contemporaneamente. La possibilità di comandarne l’attività per pochi millisecondi consente di separare sperimentalmente queste possibilità.

Nel 2010 questa capacità venne applicata a una delle grandi questioni della fisiologia del movimento. Nei gangli della base, nuclei cerebrali fondamentali per il controllo motorio e profondamente alterati nella malattia di Parkinson, esistono popolazioni di neuroni dello striato che alimentano due grandi circuiti tradizionalmente chiamati via diretta e via indiretta. Da tempo si riteneva che la prima favorisse il movimento e che la seconda esercitasse un effetto opposto, anche se manipolare separatamente le due popolazioni durante il comportamento era stato estremamente difficile.

Alexxai Kravitz e i suoi collaboratori fecero esprimere ChR2 selettivamente nell’una o nell’altra popolazione. L’attivazione dei neuroni della via indiretta provocò nei topi una forte riduzione del movimento, con lentezza e difficoltà a iniziarlo, caratteristiche che ricordavano alcuni aspetti del parkinsonismo. L’attivazione della via diretta produsse l’effetto contrario. Nei topi nei quali la distruzione sperimentale dei neuroni dopaminergici aveva prodotto un quadro motorio simile alla malattia di Parkinson, stimolare la via diretta ripristinò rapidamente gran parte della capacità di muoversi. Il valore dell’esperimento stava soprattutto nella possibilità di mettere alla prova un modello fisiologico agendo separatamente sui suoi componenti mentre l’intero circuito rimaneva intatto.

Subito dopo divenne possibile restringere ulteriormente la domanda. Una popolazione neuronale può inviare i propri assoni a diverse regioni cerebrali e produrre effetti differenti attraverso ciascuna di queste connessioni. Poiché le opsine raggiungono anche le terminazioni degli assoni, si può produrre ChR2 nei neuroni di una certa regione e illuminare soltanto le loro fibre nella regione alla quale proiettano. Si controlla allora una determinata connessione fra due popolazioni cellulari, invece dell’intera attività dei neuroni di partenza.

Nel 2011 Kay Tye e i suoi collaboratori applicarono questa possibilità ai circuiti dell’amigdala, una struttura coinvolta nell’elaborazione degli stimoli emotivamente rilevanti. L’attivazione selettiva delle fibre che collegano l’amigdala basolaterale a una determinata parte dell’amigdala centrale riduceva rapidamente nei topi i comportamenti tipici dell’ansia, mentre l’inibizione della stessa connessione li aumentava. Stimolare indiscriminatamente i corpi cellulari dell’amigdala basolaterale non produceva lo stesso risultato, perché quei neuroni inviano segnali anche lungo altre vie. La funzione emergeva quindi dalla particolare connessione utilizzata all’interno del circuito.

Nello stesso periodo esperimenti analoghi permisero di separare circuiti implicati nella motivazione e nella ricerca di una ricompensa. Attivando le terminazioni dei neuroni dell’amigdala basolaterale che raggiungono il nucleus accumbens, una regione importante nell’attribuzione di valore alle azioni e agli stimoli, i topi imparavano a eseguire un comportamento per ottenere nuovamente quello stimolo luminoso. L’inibizione della stessa connessione riduceva invece la risposta a un segnale che annunciava una soluzione zuccherina. Un collegamento anatomico poteva essere interrogato durante il comportamento e ne poteva essere misurato direttamente il contributo funzionale.

Nel 2012 l’optogenetica arrivò a una questione ancora più difficile, quella della rappresentazione fisica di un ricordo. Da molto tempo si usa il termine engramma per indicare l’insieme delle modificazioni e delle cellule nervose che conservano una particolare memoria, ma identificare quelle cellule e dimostrare che la loro attività fosse sufficiente a richiamare il ricordo era rimasto un problema sperimentale.

Nel laboratorio di Susumu Tonegawa vennero marcati geneticamente con ChR2 alcuni neuroni del giro dentato dell’ippocampo che si erano attivati mentre un topo apprendeva ad associare un determinato ambiente a un’esperienza avversa. Il giro dentato è una regione dell’ippocampo coinvolta nella formazione di rappresentazioni distinte degli ambienti e degli eventi. Quando, in seguito, gli stessi neuroni venivano riattivati con la luce mentre l’animale si trovava in un ambiente differente, il topo assumeva il comportamento di immobilità caratteristico del ricordo della paura. L’esperienza originaria non era presente e mancavano i normali segnali sensoriali capaci di richiamarla; bastava riaccendere la popolazione di cellule reclutata durante l’apprendimento.

L’esperimento consentiva di attribuire a quell’insieme di neuroni una proprietà molto più precisa della semplice correlazione con il ricordo: la loro riattivazione era sufficiente a produrne una componente comportamentale. Negli anni immediatamente successivi la stessa strategia permise di intervenire sull’associazione fra contesti ed esperienze e contribuì agli esperimenti nei quali furono create nei topi associazioni mnemoniche che non corrispondevano a un evento vissuto nella forma in cui veniva successivamente ricordato. La manipolazione optogenetica aveva raggiunto il livello delle popolazioni cellulari che partecipano alla costruzione e al richiamo della memoria.

Applicazioni di questo tipo si sono moltiplicate perché la stessa logica sperimentale può essere adattata a domande molto diverse. Si identifica una popolazione di cellule sulla base della sua identità genetica o della sua attività durante un determinato evento, vi si esprime una proteina sensibile alla luce e la si attiva o inibisce nel momento preciso in cui si vuole verificare il suo contributo. In questo modo sono stati studiati circuiti implicati nel sonno, nella percezione e nei disturbi neurologici, scegliendo ogni volta il livello al quale intervenire: una popolazione cellulare oppure una connessione definita fra due regioni.

L’ultima trasformazione riguarda il passaggio dalla manipolazione sperimentale alla possibilità di restituire una funzione perduta. Nella retinite pigmentosa i fotorecettori della retina degenerano progressivamente, mentre possono sopravvivere altri neuroni retinici che normalmente ricevono da essi il segnale. Nel 2021 un gruppo guidato da José-Alain Sahel e Botond Roska descrisse il trattamento di un paziente cieco nel quale una rodopsina microbica ingegnerizzata, ChrimsonR, era stata fatta produrre nelle cellule gangliari della retina, i neuroni che inviano l’informazione visiva al cervello attraverso il nervo ottico. Un paio di occhiali dotato di telecamera convertiva le variazioni della scena in impulsi luminosi della lunghezza d’onda adatta ad attivare la proteina. Dopo un periodo di addestramento, il paziente riuscì a localizzare e toccare alcuni oggetti e a contarne un piccolo numero; durante queste prove si poteva registrare nel cervello un’attività associata alla percezione visiva.

Si trattava di un recupero parziale, ottenuto in un singolo paziente, e quindi lontano dalla ricostruzione della visione normale. Mostrava tuttavia che il principio scoperto studiando il movimento di un’alga poteva essere utilizzato anche per conferire fotosensibilità a cellule umane che normalmente non possiedono quella funzione. In questo caso la canalrodopsina non serviva a interrogare un circuito dall’esterno: diventava parte di un sistema progettato per restituire al circuito un ingresso che la malattia aveva eliminato.

Per chi studia il cervello questo ha cambiato la natura di molti esperimenti. Osservare che certi neuroni diventano attivi durante un comportamento consente di stabilire una correlazione. Attivarli con la luce e verificare quale effetto ne segue permette di affrontare una domanda causale. Nel corso degli anni sono state inoltre scoperte o modificate altre rodopsine con proprietà diverse, alcune delle quali consentono di ridurre l’eccitabilità neuronale, mentre variazioni della sensibilità alla luce, della velocità di apertura e della selettività per gli ioni hanno esteso enormemente le possibilità sperimentali dell’optogenetica.

Il Nobel del 2026 ha premiato Deisseroth, Hegemann e Nagel “per le loro scoperte riguardanti i canali ionici attivati dalla luce e l’optogenetica”. Dietro quella formulazione si trova un passaggio evolutivo avvenuto molto prima che esistesse un sistema nervoso. Una proteina capace di trattenere il retinale aveva fornito ai microrganismi un modo per utilizzare la luce; in alcune alghe verdi quella struttura aveva acquisito la capacità di aprire un poro agli ioni e si era integrata con l’eccitabilità della membrana che controllava il movimento dei flagelli. La selezione naturale aveva così risolto il problema di una cellula che, ruotando nell’acqua, doveva correggere rapidamente il proprio nuoto in funzione della luce.

Quando quel gene è stato trasferito in un neurone, la proteina ha continuato a fare esattamente ciò che faceva nell’alga: ha assorbito un fotone e ha aperto un passaggio agli ioni. Tutto ciò che viene dopo appartiene al neurone, che trasforma quella piccola corrente nel proprio impulso elettrico. È per questo che una delle tecniche più potenti inventate per interrogare il cervello conserva, al centro del suo funzionamento, il dispositivo molecolare con cui una singola cellula verde riesce a sapere da quale parte arriva la luce.